Отбор стрептомицетов-хитинолитиков для биоконтроля грибных фитопатогенов

Интерес к хитинолитически активным микроорганизмам связан с возможностью их участия в защите растений от поражения грибными инфекциями, поскольку хитин является структурным компонентом клеточных стенок грибов. Среди бактерий к наиболее активным хитинолитикам относят представителей рода Streptomyces. Применение стрептомицетов в борьбе с вредоносными фитопатогенами сельскохозяйственных культур обусловлено способностью синтезировать широкий спектр биологически активных соединений, а также экологической безопасностью, т. к. стрептомицеты – естественный компонент любого агроценоза. В работе изучали распространение стрептомицетов-хитинолитиков среди природных изолятов из почв Вятско-Камского Предуралья. Скрининг хитинолитически активных культур осуществляли с помощью функциональных (фенотипических) и генетических предикторов. Оценка функциональной активности показала, что доля активно разлагающих хитин штаммов с энзиматическим индексом ЕI ≥ 2 составила в исследуемых почвах около 40 %. Наиболее активно разлагали хитин штаммы видов S. griseoaurantiacus и S. thermocarboxydus. Генетические детерминанты хитинолиза – гены хитиназы А, хитиназы С и хитинсвязывающих белков определяли в геномах природных изолятов с помощью ПЦР с использованием разработанных специфических праймеров. Установлено, что отдельные генетические детерминанты хитинолиза (chiA, chiС, chb) распространены у стрептомицетов гораздо шире, чем хитинолиз, выявленный в функциональных тестах. Это связано с индуцибельным характером фермента хитиназы и зависимостью его активности от факторов экзогенной природы. Хитинолиз местных изолятов сравнивали с активностью штаммов, выделенных из почвы аридной зоны. На 7-е сутки роста местных изолятов в погруженной культуре активность хитиназы изменялась от 15,83±12,01 до 50,63±38,81 Ед/мл, тогда как у штамма, выделенного из аридной почвы, активность фермента в этот же срок составила 76,46±42,12 Ед/мл. Оценка антифунгального действия стрептомицетов-хитинолитиков в отношении возбудителей альтернариоза, гельминтоспориозных и фузариозных корневых гнилей зерновых культур, выявила штаммы, перспективные для использования в агробиотехнологиях.

1. Bhattacharya D., Nagpure A., Gupta R. K. Bacterial chitinases: properties and potential. Critical reviews in biotechnology. 2007;27(1):21–28. DOI: https://doi.org/10.1080/07388550601168223

2. Zargar V., Asghari M., Dashti A. A review on chitin and chitosan polymers: structure, chemistry, solubility, derivatives, and applications. ChemBioEng Reviews. 2015;2(3):204–226. DOI: https://doi.org/10.1002/cben.201400025

3. Nagpure A., Choudhary B., Gupta R. K. Chitinases: in agriculture and human healthcare. Critical reviews in biotechnology. 2014;34(3):215–232. DOI: https://doi.org/10.3109/07388551.2013.790874

4. Kumar M., Chakdar H., Pandiyan K., Thapa S., Shahid M., Singh A. et al. Bacterial chitinases: genetics, engineering and applications. World Journal of Microbiology and Biotechnology. 2022;38(12):252. DOI: https://doi.org/10.1007/s11274-022-03444-9

5. Терегулова Г. А., Манучарова Н. А., Уразбахтина Н. А., Жемчужина Н. С., Евтушенко Л. И., Степанов А. Л. Антимикробная активность специализированных метаболитов почвенных стрептомицетов-хитинолитиков. Вестник Московского университета. Серия 17: Почвоведение. 2024;(1):51–60. DOI: https://doi.org/10.55959/MSU0137-0944-17-2024-79-1-51-60 EDN: WORKDE

6. Виноградова К. А., Шаркова Т. С., Александрова А. В., Кожевин П. А. Анализ межпопуляционных взаимодействий почвенных грибов и актиномицетов. Микология и фитопатология. 2005;39(3):28–40.

7. Виноградова К. А., Кожевин П. А. Взаимоотношения актиномицетов с почвенными грибами и их использование для биологического контроля фитопатогенов. Микология и фитопатология. 2011;45(4):289–302. Режим доступа: https://elibrary.ru/item.asp?id=16515556 EDN: NXKQYX

8. Da Cruz Silva G., Kitano T. I., de Figueiredo Ribeiro I. A., Lacava P. T. The Potential Use of Actinomycetes as Microbial Inoculants and Biopesticides in Agriculture. Frontiers in Soil Science. 2022;2:833181. DOI: https://doi.org/10.3389/fsoil.2022.833181

9. Wang M., Li H., Li J., Zhang W., Zhang J. Streptomyces strains and their metabolites for biocontrol of phytopathogens in agriculture. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2024;72(4):2077–2088. DOI: https://doi.org/10.1021/acs.jafc.3c08265

10. Rajendran K., Krishnamoorthy M., Karuppiah K., Ethiraj K., Sekar S. Chitinase from Streptomyces mutabilis as an effective eco-friendly biocontrol agent. Applied Biochemistry and Biotechnology. 2024;196(1):18–31. DOI: https://doi.org/10.1007/s12010-023-04489-8

11. Shekhar N., Bhattacharya D., Kumar D., Gupta R. K. Biocontrol of wood-rotting fungi with Streptomyces violaceusniger XL-2. Canadian Journal of Microbiology. 2006;52(9):805–808. DOI: https://doi.org/10.1139/w06-035

12. Звягинцев Д. Г., Зенова Г. М. Биология почв. М.: Издательство МГУ, 2001. 356 с.

13. Watve M. G., Tickoo R., Jog M. M., Bhole B. D. How many antibiotics are produced by the genus Streptomyces? Archives of Microbiology. 2001;176(5):386–390. DOI: https://doi.org/10.1007/s002030100345

14. Ekundayo F. O., Folorunsho A. E., Ibisanmi T. A., Olabanji O. B. Antifungal activity of chitinase produced by Streptomyces species isolated from grassland soils in Futa Area, Akure. Bulletin of the National Research Centre. 2022;46(1):95. DOI: https://doi.org/10.1186/s42269-022-00782-4

15. Rashad Y. M., Al-Askar A. A., Ghoneem K. M., Saber W. I. A., Hafez E. E. Chitinolytic Streptomyces griseorubens E44G enhances the biocontrol efficacy against Fusarium wilt disease of tomato. Phytoparasitica. 2017;45(2):227–237. DOI: https://doi.org/10.1007/s12600-017-0580-3

16. Abo-Zaid G., Abdelkhalek A., Matar S., Darwish M., Abdel-Gayed M. Application of bio-friendly formulations of chitinase-producing Streptomyces cellulosae Actino 48 for controlling peanut soil-borne diseases caused by Sclerotium rolfsii. Journal of Fungi. 2021;7(3):167. DOI: https://doi.org/10.3390/jof7030167

17. Ivanova A. A., Wegner C.-E., Kim Y., Liesack W., Dedysh S. N. Identification of microbial populations driving biopolymer degradation in acidic peatlands by metatranscriptomic analysis. Molecular Ecology. 2016;25(18):4818–4835. DOI: https://doi.org/10.1111/mec.13806

18. Мухаммадиев Р. С., Мухаммадиев Р. С., Соловьева А. С., Валиуллин Л. Р., Скворцов Е. В. Скрининг микрооргоорганизмов с хитиназной активностью. Актуальные вопросы совершенствования технологии производства и переработки продукции сельского хозяйства. 2020;22:470–474. Режим доступа: https://elibrary.ru/rmiiku EDN: RMIIKU

19. Koteshwara A. Simple Methods for the Preparation of Colloidal Chitin, Cell Free Supernatant and Estimation of Laminarinase. Bio-Protocol. 2021;11(19):e4176. DOI: https://doi.org/10.21769/BioProtoc.4176

20. Shivalee A., Divatar M., Sandhya G., Sarfaraz A., Lingappa K. Isolation and screening of soil microbes for extracellular chitinase. Journal of Advanced Scientific Research. 2016;7(2):10 –14. URL: https://www.researchgate.net/publication/303762490_ISOLATION_AND_SCREENING_OF_SOIL_MICROBES_FOR_EXTRACELLULAR_CHITINASE_ACTIVITY

21. Miller G. L. Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugar. Analytical Chemistry. 1959;31(3):426–442. DOI: https://doi.org/10.1021/ac60147a030

22. Sambrook J., Fritsch E. F., Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1983.

23. Saito A., Ishizaka M., Francisco P. B., Fujii T., Miyashita K. Transcriptional coregulation of five chitinase genes scattered on the Streptomyces coelicolor A3(2) chromosome. Microbiology. 2000;146(11):2937–2946. DOI: https://doi.org/10.1099/00221287-146-11-2937

24. Lacombe-Harvey M. È., Brzezinski R., Beaulieu C. Chitinolytic functions in actinobacteria: ecology, enzymes, and evolution. Applied Microbiology and Biotechnology. 2018;102(17):7219–7230. DOI: https://doi.org/10.1007/s00253-018-9149-4

25. Kolbe S., Fischer S., Becirevic A., Hinz P., Schrempf H. The Streptomyces reticuli α-chitin-binding protein CHB2 and its gene. Microbiology. 1998;144(5):1291–1297. DOI: https://doi.org/10.1099/00221287-144-5-1291

26. Agostoni M., Hangasky J. A., Marletta M. A. Physiological and molecular understanding of bacterial polysaccharide monooxygenases. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 2017;81(3):e00015-17. DOI: https://doi.org/10.1128/MMBR.00015-17

27. Meriem G., Mahmoud K. Optimization of chitinase production by a new Streptomyces griseorubens C9 isolate using response surface methodology. Annals of Microbiology. 2017;67(2):175–183. DOI: https://doi.org/10.1007/s13213-016-1249-8

28. Shirokikh I. G., Nazarova Ya. I., Bokov N. A., Alalykin A. A., Shirokikh A. A. New Agronomically Valuable Strains of the Genus Streptomyces and Their Biochemical Characteristics. Applied Biochemistry and Microbiology. 2025;61(1):184–193. DOI: https://doi.org/10.1134/S0003683824605110