Локусы панели генотипирования секвенированием по технологии AgriSeq в породе манычский меринос

С использованием генотипирования баранов породы манычский меринос на базе Illumina BeadChip Ovine 600K были обнаружены локусы, пригодные для генотипирования секвенированием животных этой породы. Выявлены однонуклеотидные полиморфизмы (SNP) с высокой частотой встречаемости в диапазоне 0,2850-0,3149 гомозигот как диких, так и мутантных вариантов. Гетерозиготные варианты этих замен встречались с частотой 0,379±0,012. Количество соответствующих выбранным критериям полиморфизмов составило 521. Анализ расположения обнаруженных SNP в геноме овец показал их наличие по всей длине генотипируемой области ДНК. Наибольшее количество полиморфизмов находилось на 1, 2, 3, 17 и Х хромосомах. Меньше всего полиморфизмов выявлено на 18, 21, 24 и 25 хромосомах. Полученный набор замен позволит эффективно решать задачи подтверждения достоверности происхождения овец породы манычский меринос, точно идентифицировать животных в процессе селекционной работы, проводить учет инбридинга в популяции. Предложенный нами набор SNP рекомендуется как для использования в генотипировании секвенированием нового поколения, так и для кастомизации SNP-биочипов.

1. De Camargo G. M. F. The role of molecular genetics in livestock production. Animal Production Science. 2018;59(2):201-206. https://doi.org/10.1071/AN18013

2. Xu S.-S., Gao L., Shen M., Lyu F. Whole-Genome Selective Scans Detect Genes Associated With Important Phenotypic Traits in Sheep (Ovis aries). Frontiers in Genetics. 2021;12:738879. https://doi.org/10.3389/fgene.2021.738879

3. Mrode R. A., Ojango J. M. K., Okeyo A. M., Mwacharo J. Genomic selection and use of molecular tools in breeding programs for indigenous and crossbred cattle in developing countries: current status and future prospects. Frontiers in Genetics. 2019;9:00694. https://doi.org/10.3389/fgene.2018.00694

4. Braz C. U., Rowan T. N., Schnabel R. D. Genome-wide association analyses identify genotype-byenvironment interactions of growth traits in Simmental cattle. Scientific reports. 2021;11:13335. https://doi.org/10.1038/s41598-021-92455-x

5. Gao G., Gao N., Li S., Kuang W., Zhu L., Jiang W., Yu W., Guo J., Li Z., Yang C., Zhao Y. Genome-Wide Association Study of Meat Quality Traits in a Three-Way Crossbred Commercial Pig Population. Frontiers in Genetics. 2021;12:614087. https://doi.org/10.3389/fgene.2021.614087

6. Al-Atiyat Raed M. The power of 28 microsatellite markers for parentage testing in sheep. Electronic Journal of Biotechnology. 2015;18(2):116-121. https://doi.org/10.1016/j.ejbt.2015.01.001

7. Clarke S. M., Henry H. M., Dodds K. G., Jowett T. W. D., Manley T. R. A High Throughput Single Nucleotide Polymorphism Multiplex Assay for Parentage Assignment in New Zealand Sheep. PLOS ONE. 2014;9(4):e93392. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0093392

8. Heaton M. P., Leymaster K. A., Kalbfleisch T. S., Kijas J. W., Clarke S. M., McEwan J., Maddox J. F., Basnayake V., Petrik D. T., Simpson B., Smith T. P. L., Chitko-McKown C. G. SNPs for Parentage Testing and Traceability in Globally Diverse Breeds of Sheep. PLOS ONE. 2014;9(4):e94851. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0094851

9. De Donato M., Peters S. O., Mitchell S. E., Hussain T., Imumorin I. G. Genotyping-by-Sequencing (GBS): A Novel, Efficient and Cost-Effective Genotyping Method for Cattle Using Next-Generation Sequencing. PLOS ONE. 2013;8(5):e62137. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0062137

10. Ciani E., Mastrangelo S., Da Silva A., Marroni F., Ferencakovic M., Ajmone-Marsan P. et al. On the origin of European sheep as revealed by the diversity of the Balkan breeds and by optimizing population-genetic analysis tools. Genetics Selection Evolution. 2020;52(1):1-14. https://doi.org/10.1186/s12711-020-00545-7

11. Willis R. C. A., Burrell M., Swimley P., Siddavatam R. Modular automation solution for genotyping by sequencing for animal breeding. Proc. W. Cong. Gen. App. Livest. Prod. 2018;11:313.

12. Gebrehiwot N. Z., Strucken E. M., Marshall K. SNP panels for the estimation of dairy breed proportion and parentage assignment in African crossbred dairy cattle, Genetics Selection Evolution. 2021;53(1):21. https://doi.org/10.1186/s12711-021-00615-4

13. Brito L. F., Clarke S. M., McEwan J. C., Miller S. P., Pickering N. K., Bain W. E., Dadds K. G., Sargolzaei M., Schenkel F. S. Prediction of genomic breeding values for growth, carcass and meat quality traits in a multi-breed sheep population using a HD SNP chip. BMC genetics. 2017;18:7. https://doi.org/10.1186/s12863-017-0476-8

14. Rahman M. A., Juyena N. S., Shmsuddin M. M., Bhuiyan M. U. Genomic tools and genetic improvement of crossbred Friesian cattle. Research in Agriculture Livestock and Fisheries. 2021;8(1):89-107. https://doi.org/10.3329/ralf.v8i1.53271

15. Holman B. W. B., Malau-Aduli A. E. O. A Review of Sheep Wool Quality Traits. Annual Review & Research in Biology. 2012;2(1):1-14.

16. Purcell S., Neale B., Todd-Brown K., Thomas L., Ferreira M. A. R., Bender D., Maller J., Sklar P., de Bakker P. I. W., Daly M. J., Sham P. C. PLINK: A tool set for whole-genome association and population-based linkage analyses. The American journal of human genetics. 2007;81(3):559-575. https://doi.org/10.1086/519795

17. McClure M. C., McCarthy J., Flynn P., McClure J. C., Dair E., O'Connell D. K., Kearney J. F. SNP Data Quality Control in a National Beef and Dairy Cattle System and Highly Accurate SNP Based Parentage Verification and Identification. Frontiers in Genetics. 2018;9:00084. https://doi.org/10.3389/fgene.2018.00084

18. Tortereau F., Moreno C. R., Tosser-Klopp G. Development of a SNP panel dedicated to parentage assignment in French sheep populations. BMC genetics. 2017;18:50. https://doi.org/10.1186/s12863-017-0518-2

19. Hulsegge I., Schoon M., Windig J., Neuteboom M., Hiemstra S.J., Schurink A. Development of a genetic tool for determining breed purity of cattle. Livestock Science. 2019;223:60-67. https://doi.org/10.1016/j.livsci.2019.03.002