Зависимость коагуляционной активности крови коров in vitro от температуры

В работе представлены результаты исследования влияния температурного фактора на показатели свертывающего и противосвертывающего звена гемостаза крови коров. Цель работы – изучение коагуляционных показателей крови коров айрширской породы при гипо-, нормо- и гипертермии in vitro, а также оценка возможности применения коагулометра для характеристики активности гемостаза и использования гемостатических реакций крупного рогатого скота в качестве моделей для применения в медицине. Исследование проведено в Вологодской области. Анализировали следующие параметры коагулограммы: тромбиновое время (ТВ), протромбиновое время (ПВ), активированное частичное тромбопластиновое время (АЧТВ), активность фибриногена и антитромбина III (АТ-III). Установлено, что при 43 °С происходит гиперкоагуляция крови, в клоттинговых методах проявляющаяся как ускорение ТВ на 61 % (27 сек), ПВ – на 29 % (10 сек), удлинение АЧТВ – на 38 % (25 сек) и снижение активности Антитромбина III – на 51 % (5 сек) по сравнению с нормотермией. При 18 °С выявлена гипокоагуляция, сопровождающаяся удлинением всех показателей, характеризующих скорость образования сгустка: ТВ на 10 % (5 сек), ПВ на 61 % (55 сек), АЧТВ на 83 % (289 сек). Активность фибриногена снизилась на 82 % (106 сек), активность АТ-III выросла на 85 % (56 сек) по сравнению с нормотермией. Корреляционную связь между показателями гемостаза и температурным фактором можно охарактеризовать как отрицательную умеренную (АЧТВ), заметную (ТВ, фибриноген) и тесную (ПВ, АТ-III). При изучении коагуляционных механизмов коров использование медицинского коагулометра приводило к получению скоростей реакций, значительно отличающихся от происходящих при температуре тела этих животных, что не позволяет рекомендовать данный прибор для адекватной оценки гемостатических реакций крупного рогатого скота.

1. Буряков Н. П., Бурякова М. А., Алешин Д. Е. Тепловой стресс и особенности кормления молочного скота. Российский ветеринарный журнал. 2016;(3):5–13. Режим доступа: https://elibrary.ru/item.asp?id=26538900 EDN: WITNHF

2. Mandal D. K., Bhakat C., Dutta T. K. Impact of environmental factors on physiological adaptability, thermotolerance indices, and productivity in Jersey crossbred cows. International Journal of Biometeorology. 2021;65:1999–2009. DOI: https://doi.org/10.1007/s00484-021-02157-2

3. Burhans W. S., Rossiter Burhans C. A., Baumgard L. H. Invited review: Lethal heat stress: The putative pathophysiology of a deadly disorder in dairy cattle. Journal of Dairy Science. 2022;105(5):3716–3735. DOI: https://doi.org/10.3168/jds.2021-21080

4. Min L., Cheng J., Zhao S., Tian H., Zhang Y., Li S., Yang H., Zheng N., Wang J. Plasma-based proteomics reveals immune response, complement and coagulation cascades pathway shifts in heat-stressed lactating dairy cows. Journal of Proteomics. 2016;146:99–108. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jprot.2016.06.008

5. Xu S., Miao H., Gong L., Feng L., Hou X., Zhou M., Shen H., Chen W. Effects of Different Hypothermia on the Results of Cardiopulmonary Resuscitation in a Cardiac Arrest Rat Model. Disease Markers. 2022;2022:2005616. DOI: https://doi.org/10.1155/2022/2005616

6. Wu J., Yuan W., Li J., Zhao Yo., Li J., Li Zh., Li Ch. Effects of Mild Hypothermia on Cerebral Large and Small Microvessels Blood Flow in a Porcine Model of Cardiac Arrest. Neurocritical Care. 2017;27:297–303. DOI: https://doi.org/10.1007/s12028-017-0395-6

7. Груздева О. В., Бычкова Е. Е., Пенская Т. Ю., Кузьмина А. А., Антонова Л. В., Барбараш Л. С. Сравнительная характеристика гемостазиологического профиля овец и пациентов с сердечно-сосудистой патологией как основа для прогнозирования тромботических рисков в ходе преклинических испытаний сосудистых протезов. Современные технологии в медицине. 2021;13(1):52–58. DOI: https://doi.org/10.17691/stm2021.13.1.06 EDN: TJKDPF

8. Николаев В. Ю., Шахматов И. И., Киселев В. И., Вдовин В. М. Система гемостаза крыс при разных режимах одиночной гипертермической нагрузки. Современные проблемы науки и образования. 2014;(4):509. Режим доступа: https://elibrary.ru/item.asp?id=22285841 EDN: STRSFH

9. Berezina D. I., Fomina L. L. influence of cortisol analogs on secondary hemostasis indices in Cyprinus carpio carp. Inland Water Biology. 2022;15(5):659–666. DOI: https://doi.org/10.1134/s1995082922050042

10. Münster A. M., Olsen A. K., Bladbjerg E. M. Usefulness of human coagulation and fibrinolysis assays in domestic pigs. Comparative Medicine. 2022;52(1):39–43.

11. Баркаган З. С., Момот А. П. Диагностика и контролируемая терапия нарушений гемостаза. М.: изд-во ООО Медико-технологическое предприятие «Ньюдиамед-АО», 2008. 292 с.

12. Берковский А. Л., Сергеева Е. В., Суворов А. В. Диагностика нарушений гемостаза у животных. Ветеринария. 2018;(5):54–57. Режим доступа: https://www.elibrary.ru/item.asp?id=34857914 EDN: XMGDRZ

13. Proctor E. A., Dineen S. M., Van Nostrand S. C., Kuhn M. K., Barrett C. D., Brubaker D. K., Yaffe M. B., Lauffenburger D. A., Leon L. R. Coagulopathy signature precedes and predicts severity of end‐organ heat stroke pathology in a mouse model. Journal of thrombosis and haemostasis. 2020;18(8):1900–1910. DOI: https://doi.org/10.1111/jth.14875

14. Bruchim Y., Kelmer E., Cohen A., Codner C., Segev G., Aroch I. Hemostatic abnormalities in dogs with naturally occurring heatstroke. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care. 2017;27(3):315–324. DOI: https://doi.org/10.1111/vec.12590

15. Bruchim Y., Horowitz M., Aroch I. Pathophysiology of heatstroke in dogs–revisited. Temperature. 2017;4(4):356–370. DOI: https://doi.org/10.1080/23328940.2017.1367457

16. Bouchama A., Roberts G., Al Mohanna F., El-Sayed R., Lach B., Chollet-Martin S., Ollivier V., Al Baradei R., Loualich A., Nakeeb S., Eldali A., De Prost D. Inflammatory, hemostatic, and clinical changes in a baboon experimental model for heatstroke. Journal of Applied Physiology. 2005;98(2):697–705. DOI: https://doi.org/10.1152/japplphysiol.00461.2004

17. Leon L. R., Helwig B. G. Heat stroke: role of the systemic inflammatory response. Journal of applied physiology. 2010;109(6):1980–1988. DOI: https://doi.org/10.1152/japplphysiol.00301.2010

18. Thienel M., Müller-Reif J. B., Zhang Z., Ehreiser V., Huth J., Shchurovska K., Kilani B., Schweizer L., Geyer P. E., Zwiebel M., Novotny J., Lüsebrink E., Little G., Orban M., Nicolai L., El Nemr S., Titova A., Spannagl M., Kindberg J., Evans A. L., Mach O., Vogel M., Tiedt S., Ormanns S., Kessler B., Dueck A., Friebe A., Jørgensen P. G., Majzoub-Altweck M., Blutke A., Polzin A., Stark K., Kääb S., Maier D., Gibbins J. M., Limper U., Frobert O., Mann M., Massberg S., Petzold T. Immobility-associated thromboprotection is conserved across mammalian species from bear to human. Science. 2023;380(6641):178–187. DOI: https://doi.org/10.1126/science.abo5044