Микотоксикологический анализ сорго-суданкового гибрида BMR-типа в ходе вегетации

Высокоурожайные сорго-суданковые гибриды с пониженным содержанием лигнина, полученные с применением генной технологии «brown-midrib gene 6», рекомендованы и успешно применяются для силосования, но оценка их санитарно-значимых показателей только начинается. В данной работе сообщается о контаминации микроскопическими грибами и микотоксинами растений сорго-суданкового гибрида Нутритоп Стар, отобранных с участка опытного поля (РГАУ-МСХА, Московская область) в период от кущения до завершения фазы «выход в трубку». В составе микобиома доминировали грибы Alternaria (68,8 %), с меньшей частотой представлены таксоны Fusarium (25,0 %) и Penicillium (12,5 %), в числе редких были Cladosporium и Aspergillus (6,3 %). Изоляты Alternaria преимущественно принадлежали виду A. tenuissima и в биотесте in vitro показали высокий потенциал биосинтеза альтернариола. Иммуноферментным анализом в листьях растений, отобранных в фазы «кущение» и «выход в трубку», выявлены: альтернариол (13–30 мкг/кг), эмодин (32–95 мкг/кг), охратоксин А (6–12 мкг/кг); в фазе «выход в трубку» – микофеноловая кислота (19–64 мкг/кг). Количества афлатоксина В1 (3–5 мкг/кг) были близки пределу определения, накопление циклопиазоновой кислоты и эргоалкалоидов варьировало при смене фаз развития. В стеблевых частях растений случаи обнаружения циклопиазоновой кислоты, эргоалкалоидов и эмодина были единичными. Аналиты – Т-2 токсин, дезоксиниваленол, диацетоксисцирпенол, зеараленон, фумонизины группы В, цитринин, стеригматоцистин, PR-токсин и роридин А не обнаружены. Полученная информация важна для совершенствования подходов к оценке качества сорговых кормов.

1. Larran S., Perello´ A., Simo´ M.R., Moreno V. Isolation and analysis of endophytic microorganisms in wheat (Triticum aestivum L.) leaves. World Journal of Microbiology & Biotechnology. 2002;18(7):683–686. DOI: https://doi.org/10.1023/A:1016857917950

2. Bhagyasree S. N., Ghosh S. K., Thippaiah M., Rajgopal N. N. Survey on natural occurrence of endophytes in maize (Zea mays L.) ecosystem. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences. 2018;7(1):2526–2533. DOI: https://doi/org/10.20546/ijcmas.2018.701.303

3. Berthiller F., Crews C., Dall'Asta C., De Saeger S., Haesaert G., Karlovsky P. et al. Masked mycotoxins: a review. Molecular Nutrition & Food Research. 2013;57(1):165–186. DOI: https://doi.org/10.1002/mnfr.201100764

4. Zang Z., Nie D., Fan K., Yang J., Guo W., Meng J. et al. A systematic review of plant-conjugates masked mycotoxins: Occurrence, toxicology, and metabolism. Critical Reviews in Food Science and Nutrition. 2020;60(9):1523–1537. DOI: https://doi.org/10.1080/10408398.2019.1578944

5. Кононенко Г. П., Зотова Е. В., Буркин А. А. Опыт микотоксикологического обследования зернофуражных культур. Сельскохозяйственная биология. 2021;56(5):958–967. DOI: https://doi.org/10.15389/agrobiology.2021.5.958rus EDN: LFQLCC

6. Буркин А. А., Кононенко Г. П., Воловик В. Т., Сергеева С. Е. Комплекс микотоксинов у рапса и сурепицы в весенне-летний период. Сельскохозяйственная биология. 2022;57(5):992–1000. DOI: https://doi.org/10.15389/agrobiology.2022.5.992rus EDN: HVCFCA

7. Кононенко Г. П., Васильков П. Ф., Буркин А. А., Мосина Л. В. Микотоксины в вегетирующих растениях кукурузы с экспериментального монопосева. Российская сельскохозяйственная наука. 2024;(2):59–62. DOI: https://doi.org/10.31857/S2500262724020119 EDN: GSLDSM

8. Кибальник О. П., Эльконин Л. А., Кожемякин В. В. Хозяйственная ценность сорго-суданковых и суданко-сорговых гибридов F1. Кормопроизводство. 2011;(3):27–28.

9. Ковтунова Н. А., Ковтунов В. В., Романюкин А. Е., Ермолина Г. М. Урожайность сорго травянистого в зависимости от метеорологических условий. Аграрная наука Евро-Северо-Востока. 2022;23(3):334–342. DOI: https://doi.org/10.30766/2072-9081.2022.23.3.334-342 EDN: IZMXUW

10. Васькина Т. И., Дронов А. В., Бельченко С. А., Дьяченко В. В., Сычев С. М. Оптимизация элементов возделывания сорго кормового на юго-западе Центрального региона России. Аграрная наука. 2022;(9):131–136. DOI: https://doi.org/10.32634/0869-8155-2022-362-9-131-136 EDN: COJWHE

11. Шкодина Е. П., Балун О. В. Потенциал сорговых культур при выращивании на корм в Нечернозёмной зоне. Пермский аграрный вестник. 2022;4(40):45–52. DOI: https://doi.org/10.47737/2307-2873_2022_40_45 EDN: QLMENJ

12. Li J., Wang L., Zhang Q., Liu Y. Map-based cloning and expression analysis of BMR-6 in sorghum. Journal of Genetics. 2015;94(3):445–452. DOI: https://doi.org/10.1007/s12041-015-0550-9

13. Giantin S., Franzin A., Brusa F., Montemurro V., Bozzetta E., Caprai E. et al. Overview of cyanide poisoning in cattle from Sorghum halepense and S. bicolor cultivars in Northwest Italy. Animals. 2024;14(5):743. DOI: https://doi.org/10.3390/ani14050743

14. Simmons E. G. Alternaria: an identification manual. Biodiversity, Utrecht: CBS, 2007. Vol. 6. 775 p.

15. Fisher P. J., Petrini O., Lapin Scott H. M. The distribution of some fungal and bacterial endophytes in maize (Zea mays L.). New Phytologist. 1992;122(2):299–305. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1469-8137.1992.tb04234.x

16. Potshangbam M., Devi S. I., Sahoo D., Strobel G. A. Functional characterization of endophytic fungal community associated with Oryza sativa L. and Zea mays L. Frontiers in Microbiology. 2017;8:325. DOI: https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.00325

17. El-hawary S. S., Moawad A. S., Bahr H. S., Abdelmohsen U. R., Mohammed R. Natural product diversity from the endophytic fungi of the genus Aspergillus. RSC Advances. 2020;10:22058–22079. DOI: https://doi.org/10.1039/D0RA04290K

18. Pambuka G. T., Kinge T. R., Ghosh S., Cason E. D., Nyaga M. M., Gryzenhout M. Baseline data of the fungal phytobiome of three sorghum (Sorghum bicolor) cultivars in South Africa using targeted environmental sequencing. Journal of Fungi. 2021;7(11):1–21. DOI: https://doi.org/10.3390/jof7110978

19. Silva R. M. F., Neto W. P. P., Oliveira R. J. V., Bezerra J. D. P., Bezerra J. L., de Lima V. X. et al. Effect of climate and phenological stage on fungal endophytes community in Sorghum bicolor leaves. Mycological Progress. 2023;22:19. DOI: https://doi.org/10.1007/s11557-023-01870-z

20. Thio G. I., Zida E. P., Neya J. B., Wulff E. G., Lund O. S., Boelt B. Genetic diversity of Fusarium endophytes strains from sorghum (Sorghum bicolor L.) tissues in Burkina Faso. International Journal of Biotechnology and Molecular Biology Research. 2021;11(1):1–9. DOI: https://doi.org/10.5897/IJBMBR2021.0316

21. Gunasinghe N., Vaghefi N., Shivas R. G., Tan Y. P., Jordan D., Mace E., Martin A. Diversity and pathogenicity of Fusarium spp. isolated from cultivated sorghum stems and roots in eastern Australia. Plant Pathology. 2024;73(9):2563-2573. DOI: https://doi.org/10.1111/ppa.13985

22. Wei G., Zhao W., Hu A., Ren M., Huang Y., Xu H. Identification of a new pathogenic fungi causing sorghum leaf spot disease and its management using natural product and microorganisms. Microorganisms. 2023;11(6):1431. DOI: https://doi.org/10.3390/microorganisms11061431

23. Yu Z.-F., Kami Y. B., Xia J.-Y., Chang X.-Y., Li J.-Y., Han J.-R. et al. Identifcation of major fungal diseases in sorghum and screening of broad-spectrum resistance germplasms in Southwest China. Physiological and Molecular Plant Pathology. 2025;138:102706. DOI: https://doi.org/10.1016/j.pmpp.2025.102706

24. Funnell-Harris D. L., Sattler S. E., Pedersen J. F. Response of Fusarium thapsinum to sorghum brown midrib lines and to phenolic metabolites. Plant Disease. 2014;98(10):1300–1308. DOI: https://doi.org/10.1094/PDIS-09-13-0980-RE