Эффективность методов отлова насекомых - векторов-переносчиков трансмиссивных болезней животных и их видовой состав

В статье представлены результаты исследования эффективности методов сбора и таксономической идентификации насекомых в регионах России. В нашей работе было использовано три метода сбора насекомых: УФ-ловушка; липкие ленты; жидкостная ловушка для слепней («лужа смерти»). Важную роль в эпизоотологии трансмиссивных инфекций играют следующие кровососущие насекомые - настоящие мухи (Muscidae), мошки (Simuliidae), комары (Culicidae), мокрецы (Ceratopogonidae), слепни (Tabanidae). Получены новые знания о видовой, территориальной и временной динамике распространения векторов заразного узелкового дерматита крупного рогатого скота в субъектах Российской Федерации. По материалам статистической отчётности сформированы массивы данных пространственно-временного распространения болезни, визуализированные с использованием GIS-технологий. В результате исследований установлено, что в Нижегородской области в ночном энтомокомплексе преобладали представители сем. Psychodidae, доля которых составила 40,9 %. Далее следовали настоящие комары (род Culex) - 21,6 %, мокрецы - 16,4 % шароуски - 7,0 % и мошки - 3,0 %. В Саратовской области ночной энтомокомплекс был представлен шароусками (сем. Sphaeroceridae), мошками (сем. Simuliidae) и настоящими комарами (род Culex), доля которых составила 56,0, 32,0 и 12,0 % соответственно. При этом в Саратовской области было собрано комаров в 239 раз меньше, чем в Нижегородской, что обусловлено повышением температуры в условиях южных регионов. Это вызвало пересыхание водоемов и снизило пул насекомых, чей цикл развития связан с водой. Установлено, что круглогодичное содержание крупного рогатого скота в зимних скотных дворах способствует разнообразию и увеличению количества насекомых-переносчиков, что повышает риск возникновения заразного узелкового дерматита по сравнению с пастбищным содержанием. Для сбора дневных насекомых-переносчиков рекомендуем использовать липкие ленты, имеющие в составе канифоль и минеральное масло. Для сбора насекомых ночного энтомокомплекса, являющихся основными переносчиками вируса LSD, рекомендуем использовать ультрафиолетовые ловушки.

1. Van Vuuren M., Penzhorn B. L. Geographic range of vector-borne infections and their vectors: the role of African wildlife. Revue Scientifique Et Technique-Office International Des Epizooties. 2015;34(1):139-149. DOI: https://doi.org/10.20506/rst.34.L2350

2. Tuppurainen E., Oura C. Lumpy skin disease: an African cattle disease getting closer to the EU. Veterinary Record. 2014;175(12):300-301. DOI: https://doi.org/10.1136/vr.g5808

3. Elhaig M. M., Selim A., Mahmoud M. Lumpy skin disease in cattle: Frequency of occurrence in a dairy farm and a preliminary assessment of its possible impact on Egyptian buffaloes. Onderstepoort Journal of Veterinary Research. 2017;84(1):1-6. DOI: https://doi.org/10.4102/ojvr.v84i1.1393

4. Семакина В. П., Жильцова М. В., Савин А. В., Акимова Т. П. Распространение заразного узелкового дерматита (нодулярного дерматита) крупного рогатого скота в мире. Ветеринария сегодня. 2017;(3):13-23. Режим доступа: https://www.elibrary.ru/item.asp?id=30079574

5. Chihota C. M., Rennie L. F., Kitching R. P., Mellor P. S. Attempted mechanical transmission of lumpy skin disease virus by biting insects. Medical and Veterinary Entomology. 2003;17(3):294-300. DOI: https://doi.org/10.1046/j.1365-2915.2003.00445.x

6. Kahana-Sutin E., Klement E., Lensky I., Gottlieb Y. High relative abundance of the stable fly Stomoxys calcitrans is associated with lumpy skin disease outbreaks in Israeli dairy farms. Medical and Veterinary Entomology. 2017;31(2):150-160. DOI: https://doi.org/10.1111/mve.12217

7. Sang R., Lutomiah J., Said M., Makio A., Koka H., Koskei E., Nyunja A., Owaka S., Matoke-Muhia D., Bukachi S., Lindahl J., Grace D., Bett B. Effects of Irrigation and Rainfall on the Population Dynamics of Rift Valley Fever and Other Arbovirus Mosquito Vectors in the Epidemic-Prone Tana River County, Kenya. Journal of Medical Entomology. 2017;54(2):460-470. DOI: https://doi.org/10.1093/jme/tjw206

8. Sprygin A. V., Fedorova O. A., Babin Yu. Yu., Kononov A. V., Karaulov A. K. Blood-sucking midges from the genus culicoides (diptera: ceratopogonidae) act as filed vectors of bluetongue and Schmallenberg diseases in Russia (review). Agricultural Biology. 2015;50(2):183-197. DOI: https://doi.org/10.15389/agrobiology.2015.2.183eng

9. Лутта А. С., Быкова Х. И. Слепни Европейского Севера СССР. Л.: Наука, Ленинградское отд-ние, 1982. 184 с. Режим доступа: https://bookree.org/reader?file=1426931

10. Thomson G. R., Fosgate G. T., Penrith M. L. Eradication of Transboundary Animal Diseases: Can the Rinderpest Success Story be Repeated? Transboundary and Emerging Diseases. 2017;64(2):459-475. DOI: https://doi.org/10.1111/tbed.12385

11. Бурова О. А., Блохин А. А., Захарова О. И., Яшин И. В., Лискова Е. А., Гладкова Н. А. Векторы трансмиссивных вирусных болезней животных. Аграрная наука Евро-Северо-Востока. 2018;66(5):4-17. DOI: https://doi.org/10.30766/2072-9081.2018.66.5.04-17

12. Athanassiou C. G., Kavallieratos N. G, Pardo D., Sancho J., Colacci M., Boukouvala M. C., Nikolaidou A. J., Kondodimas D. C., Benavent-Fernandez E., Galvez-Settier S., Trematerra P. Evaluation of pheromone trap devices for the capture of Thaumetopoeapityocampa (Lepidoptera: Thaumetopoeidae) in Southern Europe. Journal of economic entomology. 2017;110(3):1087-1095. DOI: https://doi.org/10.1093/jee/tox050

13. De Sa I. L. R., Sallum M. A. M. Comparison of automatic traps to capture mosquitoes (Diptera: Culicidae) in rural areas in the tropical Atlantic rainforest. Memorias Do Instituto Oswaldo Cruz. 2015;108(8):1014-1022. DOI: https://doi.org/10.1590/0074-0276130474

14. Gachohi J. M, Njenga M. K, Kitala P., Bett B. Modelling Vaccination Strategies against Rift Valley Fever in Livestock in Kenya. PLOS Neglected Tropical Diseases. 2016;10(12):e0005049. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0005049